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(無題) 削除/引用 No.2937-5 - 2010/07/27 (火) 00:54:41 - A サンプル量が多ければ使えませんがあまり量が多くないのであれば MWCOが10,000のAMICON-Ultraの様な限界ろ過濃縮法を利用して バッファ-交換する形で添加物を除くという方法があります。サンプルを 濃縮して今使っている透析バッファーで薄めるという過程を10回ぐらい すればほぼ抜けるはずです。ただこの方法だと膜付近で蛋白質濃度が 濃くなりますから凝集しやすい蛋白質であれば5-10分毎ぐらいに ピペッティングで混ぜる必要が出てきますからあまりお勧めできませんが。

(無題) 削除/引用 No.2937-4 - 2010/07/26 (月) 02:30:39 - 名無し 分解について 分解ということも可能性として完全には否定出来ませんが、相当強力か、あるいはその蛋白質に特異的な非常に活性の高いプロテアーゼがそれなりの量共存していない限り、蛋白質定量で検出出来なくなるほどの分解はちょっと考えにくいです。 手技上のミス 単に、袋の口が緩くてじわじわ漏れてしまった可能性はないでしょうか。あまりのもはっきり無くなっているようだとそういうことも心配なのですがいかがでしょう。試料を透析膜に入れて口を閉じたとき透析袋を指で軽く押したときの抵抗を確認しましたか。 希釈 透析内液の塩濃度が外液よりもずっと高い場合、透析開始してしばらくの間は外液から内液へ水が入るので内液が薄まってしまうかもしれません。特に透析袋が緩いと。透析開始時とくらべて透析内液の液量は増えていませんか。 吸着ロス 蛋白質によっては膜への吸着によるlossはしばしば起こります。とくに精製の進んだきょう雑蛋白質の少ない試料、蛋白質濃度が低い場合などは顕著になります。思い当たる場合は、（実験の目的に応じて）低濃度の非イオン性or両方イオン性界面活性剤を試料と透析外液に添加するとか、試料を濃縮して蛋白質濃度を高くする（濃縮操作でlossするかもしれないので注意）とか、すると効果があるかもしれないです。以後の実験に支障ないならば膜表面のブロッキングの目的で試料にBSAなどを共存させることもできますが、精製品ならばあえてよけいなきょう雑蛋白質を入れて純度をさげるのもどうかとおもうのであまり勧めません。 ゲル濾過の利用 吸着しやすいものや不安定なものは、透析でなくて、短時間で済むゲル濾過（or 脱塩カラム）の方がより適しているとおもいます。この場合は、試料の体積とカラムの体積の比率が重要なので、良く説明書で確認して下さい。

(無題) 削除/引用 No.2937-3 - 2010/07/26 (月) 02:05:42 - Kanata 膜に吸着 透析膜からリーク（破れていたか、口をしっかりしめなかったか） 回収時にミスった 透析の内液を薄めすぎて（？）、蛋白定量の検出限度以下となった 分解したと考えられるぐらい不安定な蛋白質なんですか？ それとも、ハードな条件下で透析したんですか？

(無題) 削除/引用 No.2937-2 - 2010/07/26 (月) 00:09:51 - ami 膜に張り付いている。

透析チューブについて 削除/引用 No.2937-1 - 2010/07/26 (月) 00:09:26 - たんぱく質 注射剤の有効成分である分子量15万のたんぱく質を、 透析チューブを用い、添加物と分けようとしています。 １万のMWカッターのチューブを用いました。 しかし、一晩透析後にチューブ内にたんぱく質はほぼすべて残っていませんでした・・・。 分子量15万というのは、添付文書上間違いはないと思います。 たんぱく質の有無は、BCAのprotein　assayで確かめました。 たんぱく質が壊れてしまった以外のことが考えつきません。 取り扱いには十分注意しましたが・・・。 他に何が原因に挙げられると思われますか？

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