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(無題) 削除/引用 No.2498-4 - 2010/05/07 (金) 00:37:55 - tani ＞AMeXが消えつつある技術であるとは思いませんでした。 まあ、AMeXを使う事で一番よい結果が得られる実験を行っている人は世界のどこかにはまだいるでしょうから、そう簡単には消えないかもしれませんね。 ＞ちなみに、パラフィン包埋切片での染色で良質な抗原性と組織構造を両立させれるような固定法はないものでしょうか？ 適切な固定液を選ぶことは非常に重要なことですが、抗体に添付されているカタログをご覧になれば分かりますが、多くの場合の固定液はパラホルム、ホルマリン固定を推奨しています。以前は Bouin 固定が推奨されていた時期もあります（ピクリン酸の取り扱いが面倒でなければおススメの固定液ですが）この範囲内でお使いになる限り、抗原性と組織構造はバランスよく保たれるのではないかと思います。良質な抗原性は固定によります。良質な組織構造は allasone さんの腕によります。

お返事ありがとうございます。 削除/引用 No.2498-3 - 2010/05/06 (木) 18:06:16 - allasone ＞taniさん AMeXが消えつつある技術であるとは思いませんでした。 あれから、実際にPFA-AMeXで作ったサンプルを染色までもって行きましたが、やはり綺麗なものではありませんでした。。。 他の固定法を試したほうがよさそうです。 ちなみに、パラフィン包埋切片での染色で良質な抗原性と組織構造を両立させれるような固定法はないものでしょうか？

(無題) 削除/引用 No.2498-2 - 2010/05/04 (火) 01:32:45 - tani allasoneさん 参考意見です。AMeX固定という方法がいまでも行われていることに懐かしく思いました。その昔、固定をすると壊れてしまう、たとえば膜蛋白をなんとか固定法でも保存できないかという事からはやりました。ボクもよくやりました（やらされました）がいつかすたれて今はあまり聞かない方法ですね。 経験的に、アセトンは水分を吸収しますし、脱水効果はアルコールほどではないような気がします。2回や3回くらいのアセトンの交換では不十分ではないかと思います。不十分のままキシレンに入れるとパラフインでも水分が抜けなくボロボロになる可能性はあります。 じゃ、PFA-AMeXでうまくいくのは何んでだ、ということになると理由はわかりませんが、一般的に脳は脂質が豊富で脱水には時間をかけることが必要のようです。目安として、キシレンからパラフインに移す時にちょっと組織を見て下さい、脱水がうまく行っていると脳の組織はアメ色になって透明感を帯びます。もし白く残っている部分があるとそこはまだ脱水不良の場所です。 アルコールで脱水ならば、またアルコールに戻して脱水から続きをできるのですが（あまり褒められたものではありませんが）、アセトンでそれができるかどうかは知りません、脱水系列をはじめ、全体の時間を工夫されてはと思います。

マウス脳組織のAMeX固定について 削除/引用 No.2498-1 - 2010/05/03 (月) 01:12:39 - allasone みなさん、初めまして。 今回は、マウス脳のAMeX固定についてお聞きしたく参りました。 AMeXという固定法が構造形態保持にも抗原保持にも優れた固定法であるということを文献で知り、早速マウス脳をプロトコールに習い固定いたしました。固定後、パラフィンに包埋し、切片の作製に取り掛かりました。 ところが、切片をスライドに貼ろうと水面に浮かべた途端、組織がボロボロと崩れていってしまいました。。。 ちなみに、同時に試したPFA-AMeXという方法であらかじめ4% PFAに浸漬固定した後にAMeX法を行った切片は通常通り、貼れました。 この、原因を教えてくださる方はいませんでしょうか？ AMeXは次のように行いました。 脳を解剖後、3mmに冠状スライスし-20℃アセトンに浸漬し一晩 次の日、アセトンを4℃に移し30分 室温に移し、30分 安息香酸メチルに組織を移し室温30分　2回 キシレンに組織を移し室温30分　2回 65℃のパラフィンに15分、30分、30分 パラフィン包埋 もともと脳組織はAMeX不可なのでしょうか。。。 よろしくお願いいたします。

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