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(無題) 削除/引用 No.9692-16 - 2021/05/26 (水) 18:47:28 - あの ありがとうございました。 スレ主ではありませんが、非常に参考になりました。

(無題) 削除/引用 No.9692-15 - 2021/05/26 (水) 11:33:50 - Egeria https://www.chem-station.com/blog/2019/10/oe01.html フェーズセパレーターを再利用している人はいるようです。ただ、洗浄して乾燥させたりしたときの寿命についてはわかりません。 少なくとも、分液したあとに水層を捨て、すぐに次のサンプルを入れるような使い方ならば何も問題はないだろうと思います。

(無題) 削除/引用 No.9692-14 - 2021/05/25 (火) 19:42:38 - あの ちなみに、フェーズセパレーターって、再使用できますか？ たとえば、同一サンプルを二回抽出して、酵素法で吸光度とか デュプリで測定するようなときは、一つのフェーズセパレーターに 二回載せて、コストを半減させるとかできますか？ せこい話ですが、お高そうなので。

(無題) 削除/引用 No.9692-13 - 2021/05/25 (火) 12:17:45 - Egeria おっしゃるように可塑剤の溶出はゼロではないでしょうね。一応、そういった問題に敏感そうな有機合成の方々を念頭において開発されているようなので、不純物はそこまで大きな問題にならないだろうと信じて使っていました。 あくまで個人的な経験ですが、抽出された脂質をTLCで分離したりメチルエステル化してGC-FIDで分析するかぎりでは影響はみられませんでした。MSだとノイズとして検出される可能性は高そうです。

(無題) 削除/引用 No.9692-12 - 2021/05/24 (月) 17:47:48 - G25 便利なものがあるなあ。 一つ気にかかるのは、もちろん、有機溶媒耐性の素材を使っているんでしょうけど容器やフィルターから溶出する成分（可塑剤とか）がないかどうか。ダウンストリームがGCやMSなんかの解析だとノイズになる可能性があります。昔、痛い目を見たので。

(無題) 削除/引用 No.9692-11 - 2021/05/24 (月) 16:20:40 - Egeria 手間を掛けずに多数のサンプルを処理したければフェーズセパレーターを使ってもいいかもしれません。このカラムは実際にBligh-Dyerの抽出に使ったことがありますが、クロロホルムによる再抽出の繰り返しが非常に楽でした。 https://www.biotage.co.jp/products_top/microwave-synthesis-work-up/phase-separators/ 注意点としては、Bligh-Dyerだと上層も50%くらいメタノールを含んでいるので、クロロホルムより先に上層がフィルターに触れると（おそらく親水化して）上層を通してしまいます。ピュアなクロロホルムであらかじめフィルターを濡らしておくと失敗しません。

(無題) 削除/引用 No.9692-10 - 2021/05/23 (日) 18:31:27 - G25 ガラス遠沈管で中庸な速度で遠心分離して、下層をロングパスツールで吸い出したらよろしい。普通の手順だと思いますが。 下層から吸い出すのは通常の手技です(例えばバッファ飽和フェノールを吸い出す時とか)。ちょっと加圧気味にしてサンプルにピペットを差し入れて、先端が下層に達したら、あぶくひとつ分、排出して、水圧や毛細管現象でピペットに入ってきた水やデブリを追い出します。ピペットの外側にデブリが結構ついてくるので吸い込まないように注意。引き上げた時に、吐出口付近のデブリをキムワイプで軽く拭き取り、吐き出した時に剥がれてくるのを防止します。 有機溶媒はピペット内で気化して液を押し出してくるので、陰圧を保つようにピペッタを調節しながら操作。毒物ピペッター、特にダイアル式のこんなのが便利だと思います。 https://www.monotaro.com/g/04192991/ あるいは、ピペットを取り付けられるように工夫した注射筒を使うのもいいでしょう。 水相を凍らせるのはアイデアですが、冷やすと有機溶媒に抽出されていても脂質種によっては析出します。管壁やピペットに吸着したりして、脂質組成にバイアスを生じる危険性があります。

(無題) 削除/引用 No.9692-9 - 2021/05/22 (土) 16:34:52 - あの “ 分液ロートは１、２mlとか微量で使えるものがあるのでしょうか？” そういうサイズは無いと思います。一番小さいので、10mlぐらいで、数万円。 もし本当に、そのスケールでの抽出で良いなら、思いつくのは次ですね できるだけ細長いガラス試験管などに、あらかじめガラスパスツールピペットを 入れておく。 サンプル入れて、分離するのを待つ。 下層をパスツールピペットですう。 上層をできるだけ除去する。 この他に、次の方法も、血中ステロイドホルモンのアッセイとかの世界では 古くから実施されてます:: もし抽出がエーテルなどの、水より軽い比重のもので良いなら、 分離してから、チューブを、ドライアイス入れたアルコールなどに入れて、 下の水層を凍結させる。 その後に、デカントで、別の容器に上層の有機溶媒層を移す。 この場合、直径が12か13mmで、長さ75mmとかもっと長いディスポガラスチューブが使える。

(無題) 削除/引用 No.9692-8 - 2021/05/22 (土) 08:13:26 - おお 皆さんアドバイスありがとうございました。抽出を繰り返すのも考えてみます。 上清を取るのは確かにチューブの数は減りますけど、実際やってみて変性した蛋白が壁にこびりついていたので、だめだなとやっているときに気が付きました。 分液ロートは１、２mlとか微量で使えるものがあるのでしょうか？ メチルtert-ブチルエーテル (MTBE)とメタノール使用する方法、、、これ、いいかもですね。文献など調べて確認してみます。

(無題) 削除/引用 No.9692-7 - 2021/05/21 (金) 11:12:15 - G25 近年、B&D法に替わる手法としてメチルtert-ブチルエーテル (MTBE)とメタノール使用する方法が出てきている。 有機溶媒層が上層にくるので回収が容易だし、毒性が高く管理基準の厳しいクロロフォルムを使わなくて良い。

(無題) 削除/引用 No.9692-6 - 2021/05/20 (木) 20:01:02 - あの 分液ロートを使う。 もし操作方法が不明なときは、Youtubeで親切な人たちが動画上げてくれている。 念のため、、、残した上層にクロメタ入れて再抽出を二回ぐらい繰り返すと、 抽出効率が安定する。

(無題) 削除/引用 No.9692-5 - 2021/05/20 (木) 10:46:54 - G25 Bligh and DyerあるいはFolchですね。 普通は下層（有機層）を取って新しい容器に移します。 水層にはタンパク質ほか不純物を大量に含みきれいに吸い取りにくく、中間層を残すことになりますし、ちょっとでも残ると相当純度を下げますし、チューブもそうとう汚れていますから、有機層を新しいチューブに移しかえるほうが合理的でしょう。 チューブを節約して洗い物を少なくしようという魂胆なのかもしれませんが、 変なところで手を抜かないほうがいいと思います。

(無題) 削除/引用 No.9692-4 - 2021/05/20 (木) 09:31:46 - TS 標的の脂質によって抽出効率や分配効率が違うと思いますので、定量性を気にするときは気にされたら良いかもしれません。

(無題) 削除/引用 No.9692-3 - 2021/05/20 (木) 09:28:59 - おお ありがとうございました。ちょっと予備的にやってみました。下層を抜いたほうがいいかなと丁度試してみたところです。あまりロスはなさそうでしたので再抽出はしませんでした。必要と感じたときはやってみようと思います。

(無題) 削除/引用 No.9692-2 - 2021/05/20 (木) 08:12:45 - TS 水層（上層）を除くのではなくて、下層を集めたらよいのではないですか。うちは定量的な実験が多いので、２−３回は液―液抽出を繰り返して集めます。 この方法なら余裕をもって下層を集めれるので（下層を少し残しても、抽出を3回くらいやれば収率が高くなる）、水層はほとんど入ってきません。 エバポにかかる時間は水が残っている量にもよるし、温度にもよるのではないですかね。でも脂質の場合あまり温度は高くしたくないですよね。

クロロフォルムを使った脂質抽出 削除/引用 No.9692-1 - 2021/05/20 (木) 06:00:25 - おお クロロフォルム、メタノールを使って脂質を抽出してます。水相を（２そう分離させたとき）を除去するのに完璧に水をとる方が良いと思いますが、実際完全に取れるもんなんでしょうか。そうならどのようにしているのでしょうか。水が残ってた場合湯煎などでエバポレートしても水が残りそうですが、完全に液体がなくなるまでどれくらいの時間かかるでしょうか。 経験のある方がいましたら助かります。

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