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(無題) 削除/引用 No.8958-25 - 2020/07/04 (土) 01:10:44 - M 画像プロセシングの前に、染色の最適化が必要かもしれません。 アクチン染色はファロイジン（F-アクチン）でしょうか？　だとするとチュブリンとの組み合わせだと固定方法の折り合いが悪い事が、昔から知られてますね。最近だと、ファロイジン・チュブリン共染色用の固定試薬とか、市販されているのでしょうか？　 PBMCも、サイトスピンやスメアだと色々問題あるでしょうし、この場合も固定方法が問題になるかもしれません。かっこいい画像を撮る事だけが目的であれば、撮りやすい細胞、標的タンパクを選定するところから始めた方が良いかもしれません。あくまで個人的な意見ですが、PBMCのCD3・CD20はあまりかっこいい絵になる気がしません。 デコンボリューションは、施設共用コンフォーカルの管理責任者から推奨されており、細胞の撮影では必ず入れてますが、あくまで「個人的には」です。同じコンフォーカルを使っていてもデコンボリューションを入れない人も結構います。自分の撮影条件では、入れた方がクリアになりましたが、何を見るかによると思います。いずれにせよ、デコンボリューションを入れる前の画像がきちんと撮れてないと、何をしても難しいように思います。

(無題) 削除/引用 No.8958-24 - 2020/07/03 (金) 09:59:42 - 見習い写真家 >[Re:23] おおさんは書きました : > フォトショップにしても他のソフトにしても、そういうもので画像をプロセッシングしてきれいな画像を作ったとしても、それは顕微鏡の性能というよりは画像をプロセッシングする技術で、ならオリンパスのその顕微鏡でなくてももっと安い顕微鏡でもいいのかもしれないという風には考えなかったんだろうか。 考えました。だから、どうやって撮ったのかな？自分もこういう画像が取れるようになりたいな、と思ったのです。 逆に画像プロセスだけできるのであれば、それはそれでどうやって作るんだろうとも思います。

(無題) 削除/引用 No.8958-23 - 2020/07/03 (金) 06:47:41 - おお フォトショップにしても他のソフトにしても、そういうもので画像をプロセッシングしてきれいな画像を作ったとしても、それは顕微鏡の性能というよりは画像をプロセッシングする技術で、ならオリンパスのその顕微鏡でなくてももっと安い顕微鏡でもいいのかもしれないという風には考えなかったんだろうか。 HeLaはだれかアクチン繊維を見るのに行き詰まっていて、多分細胞の厚みとか、接着しているところから伸びているアクチン繊維を捉えたかったなどの理由が、テクニカルにやりにくいところだったらしく、Zスタックを勧めたところ良くなったという話が昔ここであったような気がする。

(無題) 削除/引用 No.8958-22 - 2020/07/02 (木) 23:57:42 - 見習い写真家 >[Re:21] AAさんは書きました : > オリンパスをはじめ、大体の顕微鏡メーカーは毎年写真コンテストやってるので > 無理にきれいに使ってあげなくても美麗な写真をいっぱい持ってますよ。 > > ttps://www.olympus-lifescience.com/ja/landing/ioty-2019/ こういう写真を自分も撮りたいということなんです。みなさんどういう条件で撮影しているのか、撮影後に画像を画像処理をしているのか、しているのであればどういう画像処理をしているのか、と疑問に思ったのです。

(無題) 削除/引用 No.8958-21 - 2020/07/02 (木) 09:46:20 - AA オリンパスをはじめ、大体の顕微鏡メーカーは毎年写真コンテストやってるので 無理にきれいに使ってあげなくても美麗な写真をいっぱい持ってますよ。 ttps://www.olympus-lifescience.com/ja/landing/ioty-2019/

(無題) 削除/引用 No.8958-20 - 2020/07/02 (木) 05:20:09 - おお >せっかく何千万の顕微鏡なのでもっと性能を活かしたいと言うか、宝の持ち腐れはオリンパスにも悪いかなと思いまして。 なんだかよくわかりませんが、Publicationがあれば会社のある意味業績につながるのだと思いますが。 性能と言っても具体的にどんな性能があってその性能を示せる方法論は何なのかそういう話でなければ漠然ときれいだけでは性能を示したことにもなりませんけど。

(無題) 削除/引用 No.8958-19 - 2020/07/01 (水) 13:26:45 - ema 組織です。 スタンドアローン運用で無ければ画面共有もしくは、携帯やタブレットで画面を映しながら操作して、メーカーとのやり取りができます。 私たちの研究室もコロナの影響があるので、画面の共有（データ共有ではなく）で講習をしたり、問い合わせをしています。

(無題) 削除/引用 No.8958-18 - 2020/07/01 (水) 04:20:27 - おお Phalloidinでアクチン繊維だけ染めるというてもあります。

(無題) 削除/引用 No.8958-17 - 2020/07/01 (水) 04:18:51 - おお アクチンやチュブリンは一度Zスタックしてみてください。チューブリンは脱重合阻害剤で処理すると繊維状の映像がくっきり見れることがあります。

(無題) 削除/引用 No.8958-16 - 2020/07/01 (水) 04:08:59 - 見習い写真家 実際に染めているのはHelaのアクチン、チュブリン、核小体とダピであったり、PBMCをCD3とCD20をダピ入りで染めたりです。研究発表のためというよりはかっこいい画像を撮って（作って？）周りに自慢したいということです。せっかく何千万の顕微鏡なのでもっと性能を活かしたいと言うか、宝の持ち腐れはオリンパスにも悪いかなと思いまして。

(無題) 削除/引用 No.8958-15 - 2020/07/01 (水) 03:32:38 - おお で実際何を染めているの？核のカウンターステイニングはしているの？ 例えば繊維状のものとかコンフォーカルでは１平面しか見れないのでその面を横切るようなものは行方を追えません。それで繊維状の像がイマイチくっきりしないと悩むケースはあります。そういうときはZスタックといってZスキャンしたのもをすべて重ね合わせることがあります（それが実験の意図に反しないなら）。 また。アクチンとかなら、重合しているFアクチンだけを染めたほうがアクチンフィラメントだけくっきり染まる（それが実験の意図に反しないなら） また自家蛍光とかノンスペとか拾っているかもしれないので相応するコントロールも見てみること。特に染まりが悪く目的のシグナルが弱いとバックグランドが目立つほど感度をあげないと蛍光が見えないということもある。

(無題) 削除/引用 No.8958-14 - 2020/07/01 (水) 00:01:56 - 見習い写真家 ema様 １ショットでもなんとなくふわっとしているといいますか、表現がうまくできなくてすみません。納得がいかなくてZもとってみたりで試しているのですが、なんとも・・・ もちろんサンプルの作り方にもよるのは重々承知しているのですが、顕微鏡側の撮影方法と撮った画像の処理方法でクリアに芸術的に？なる方法はあるのかなと思い質問した次第です。（画像検索すると出てくるかっこいい写真は、あれはどうやって撮影しているんだ？？レーザー強度上げて？下げて？スキャンスピードゆっくりで長い時間かけて撮影しているのか？？画像処理は具体的にどういう画像処理をしているんだ？明るさとコントラストをいじるだけ？など。）emaさんがクリアに取れるのは細胞ですか？組織ですか？スキャンスピードをゆっくりにしたりレーザー強度強めていたりしますか？ オリンパス呼んでもこのご時世なかなか来ていただけなく、無理やり呼べば来てくれるとは思いますが、まずは自分でできることからと思い、他のみなさまが実際にやっているコツがあればと思い質問させていただきました。

(無題) 削除/引用 No.8958-13 - 2020/06/30 (火) 18:49:30 - ema 共用のFV3000を使っていますが、デコンボなしでも十分にクリアな画像が取れます。（FV1000なのかと思ってました）FV3000であれば超解像レベルの画像がとれます。レンズは基本の5本に、6本目を10本くらい用意してサンプルによって使い分けています。 厚みがあるようなら透明化試薬を使っても良いと思います。貴施設管理者やメーカー確認が必要ですが通常は高倍率はオイルですが、レンズとの間も透明化試薬にして同じ屈折率でみるという事もしたことがあります。 ＞ブリーチもかかってくる というと1ショットはクリアなのに、Zを取って最終的に3Dにするとクリアで無くなるという事でしょうか？

(無題) 削除/引用 No.8958-12 - 2020/06/27 (土) 10:31:44 - み サンプルの質が悪いのか 撮影方法が悪いのか 業者か周りの上手い人にあなたのサンプルを見てもらったら分かると思う。 レーザー強度やオフセット、スキャンなどの設定が不適切だと綺麗な画像が撮れないでしょう。 細胞接着やviabilityなど細胞の状態が悪ければ汚い染色像しか撮れない。 ターゲットの蛋白の局在パターンがそもそも芸術的な見映えをもたらすのに限界があるものもある。 そもそも見ているシグナルが真のシグナルなのかも問題。要はS/N比ですよね。 下手な人だとほぼバックグラウンドレベルのシグナルを拾って主張している場合がある。 適切な褪色防止剤を使っているのか。安もんの試薬だと蛍光波長647以上の褪色は防止できなかったことはある。 ThermoFisherは安心だろう。

(無題) 削除/引用 No.8958-11 - 2020/06/27 (土) 07:52:16 - おお 綺麗なというよりはへたな画像というのはあったりはするだろう。 コントラストとブライトネスは多少いじってもいいのかもしれませんが、いじる前の画像を保存しておき、いじったパラメーターも記録しておいたほうがいいです。また画像を取ったときのExposure Timeとかも。色々厳しくなってくると、その辺もつかれる可能性はありますし、一つ一つ見やすいようにいじると、複数ある画像を見て比較する意味がなくなってしまいます。

(無題) 削除/引用 No.8958-10 - 2020/06/27 (土) 07:43:46 - いや ＞そもそも論文のレビュアーの多くは、きれいな画像みて心が動くほど純粋でもないし、若くもない。 そんなことはないでしょう... 私もコントラストや明るさを変えることがあります。 もちろんネガコンも同様にしています。 その際にはフォトショではなく、パワポ上で行なっています。

(無題) 削除/引用 No.8958-9 - 2020/06/27 (土) 07:38:23 - szdfgちj メーカーの人に教えてもらうのが一番いい。でもきれいな画像を見せることにはあんまり凝らない方がいいかもしれない。時間もったいないし。そもそも論文のレビュアーの多くは、きれいな画像みて心が動くほど純粋でもないし、若くもない。

(無題) 削除/引用 No.8958-8 - 2020/06/27 (土) 03:18:21 - おお 共焦点顕微鏡にでコンボつけて意味があるんですか？ 共焦点ならZスキャンででコンボなしで３Dイメージも作れるでしょうに。もう古い知識なんでしょうか。

(無題) 削除/引用 No.8958-7 - 2020/06/27 (土) 00:20:35 - 見習い写真家 みなさまコメントありがとうございます。 機種はFV3000セルセンス付きですが、デコンボリューションは確かオプションでつけられるよ、と言われたような、ということは現状入っていないような。。。後で確認してみます。 デコンボリューションはあるとなしでやっぱり違いますか？確か以前オリンパスさんに短期間だったら無料デモ入れられますよ、と言われたと思うのですが、その時はそんなに顕微鏡を使うこともなかったので無料のデモ自体使うのがもったいないと思い、あとにとっておこうと断ったような記憶があります。それほど違うのであれば教授に頼んでみようと思います。 逆に学術発表するでなく、例えばフォトギャラリーであったりピンタレストにも鮮やかなものがあるじゃないですか。ああいうのはやっぱりフォトショであったりGIMPであったりImageJを駆使しているのでしょうか？どのあたりをいじればああいう感じになるのでしょう？

試料作製とレンズその他 削除/引用 No.8958-6 - 2020/06/26 (金) 17:34:42 - ema オリンパス製、とだけありますが、実際の機種は何でしょうか。 加工の前に、試料作製方法（屈折率、厚みなど）、レンズの選択も重要です。 高倍率になると、カバーグラスすら良いものを使った方が良いことがあります。 オリンパス自身がcellSensソフトウエアでDimensionでデコンボリューションは実装しているはずです。 https://www.medicalexpo.com/ja/prod/olympus-microscopy-europa/product-84543-725840.html

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