Bio Technical フォーラム

  • バイオ関連の実験をする上での、試薬、機器、プロトコールなどの情報交換の場です。
  • 新しいテーマで話を始める場合、質問をする場合は「新しいトピックを作る」から書き込みをしてください。
  • 質問に対して解答できる方は是非、書き込んで下さい。
  • このフォーラムにふさわしくないと管理人が判断した投稿は予告なく削除します。

新しいトピックを作る | トピック一覧 | 研究留学ネットに戻る

ひとつ前のフォーラム(readのみ)

このスレッドをはてなブックマークに追加このスレッドをはてなブックマークに追加

10kのプラスミドがHiSpeed Plasmid Midiで回収出来ない? トピック削除
No.3546-TOPIC - 2014/11/14 (金) 12:14:05 - yokota
お世話になります。

大腸菌のコロニーを楊枝でつつき、それをコロニーPCRをやりつつ、mini-cultureをしてminiprep後の産物を制限酵素カットし、目的のインサートが入っていることが確認できた大腸菌コロニーがあります。

シーケンスをするためにその大腸菌を一時的に-80℃ストックし、インサートの全長のシーケンスが確認できたので、改めて一部thawしたものをmini^midi cultureしました。

標題のキットにていつも通りに精製を試みたのですが、100 ml培養液(over growthではないです。)から0.5 micro-gという目を疑う量しか回収されませんでした。

再度thawからmini^midi cultureと行いましたが、同様の結果でした。
さらに100 mlの培養液の一部 (2 ml) を取り、P1, P2, P3と処理し、エタチンで遠心すると確かにペレットは見えたのですが、やけにペレットが白く、表現の仕方が難しいですが、エタノールwash中にペ
レットを懸濁しようとするといつも扱うプラスミドのような印象を持てませんでした。ペレットが脆いというか。。

制限酵素処理でインサートを確認し、それをシークエンスに出したサンプル(mini-prep)が一部残っていますが、これを再度DH5alphaの形質転換し、ampRを取ればレスキューできますでしょうか?
酵母のコンタミが大腸菌ストック内にあったとした場合、改めて形質転換からやり直す事で一般にレスキューは可能でしょうか?ようやくライゲーションが上手くいって喜んでいたので、再度始めからPCRとなると辛いです。

このような経験をお持ちの方、原因や、対処法をシェアしていただけませんでしょうか?
どうぞよろしくお願い致します。
 
- このトピックにメッセージを投稿する -



35件 ( 1 〜 20 )  前 |  1/ 1. 2. /2


(無題) 削除/引用
No.3546-35 - 2014/11/23 (日) 18:16:46 - おお
ファージとかだったら溶菌とかで、突然培養液がクリアーになったりしないかなぁ。。。そうでないばあいもあるんかなぁ。。。

(無題) 削除/引用
No.3546-34 - 2014/11/23 (日) 10:39:45 - Tom
ファージの混入の可能性があるかもしれませんね。

http://dna.brc.riken.jp/m/tech13.html

フェノール抽出が効果的のようです。

(無題) 削除/引用
No.3546-33 - 2014/11/17 (月) 12:48:52 - ha
>最初の菌に含まれていたプラスミドが20ugだとしたら7時間で2.5倍にはなってたわけですから、十分な時間培養すればもっと増えないでしょうか?
40 ug/(2mLx10本)=2ug/1mLかな。

>HiSpeed Plasmid Midi
200ug取れるキットで50 ugのプラスミドなら、まぁそんなもの?

>0.5 micro-gという目を疑う量しか回収されませんでした。
0.5ug/500uL = 1ug/mL
吸光度にしたら、0.02くらい??

(無題) 削除/引用
No.3546-32 - 2014/11/17 (月) 11:08:39 - 中年
「温度を下げるというのはここの過去のトピックでありました」とお書きになっているので、関連したトピックでの議論は既にお読みになっているのだと思っていました。

繰り返しになりますが、そこでの主要な論点は、アンピシリンは培養のごく初期(少し濁り始めた程度)で既に分解されて枯渇してしまっているので、以後の培養では(直観に反して)プラスミドの選択が掛かっていないということでした。大腸菌の生育に影響の少ないプラスミドの場合には、プラスミド本来の安定性がありますから、以後の選択なしでも十分に保持されて十分量が回収できるのに対し、生育を邪魔するプラスミドの場合には、大腸菌の分裂でまれに生じるプラスミドを失った菌が、選択の無い環境で増殖して培養を乗っ取ってしまい、プラスミドが回収できなくなることになります。

したがって、前培養を1/200 volも本培養に加えるようなことをしたら、たちまちアンピシリンが分解されて、本培養ではプラスミドを失った菌が元気に増えて、元気のない形質転換体が増える間もなく打ち勝ってしまう訳です。どうしても前培養をしたいなら、(おおさんも仰っているように)遠心で菌体を回収して新しい培地で洗った後に本培養に加えることが有効です。せっかく加えた菌体の多くがみるみる溶菌して一過的にODが低下する様子を見ることができるでしょうが、これを何度か繰り返すことで収量は改善すると思います。

改善策の一つは、繰り返し述べられているように、全ての培養を30℃で行ってプラスミドのコピー数を下げ、プラスミドによる生育阻害を緩和することです。コピー数の低下に伴ってもちろん収量は下がりますが、培養量あたりの収量は安定するので、培養のスケールを上げることで(それに伴って例えばアルカリ法のスケールを上げるなどの対応は必要ですが)予測通りの収量を得ることができるようになります。また、選択の結果プラスミドに変異が生じたものを得てしまうリスクも軽減できます。

でも、これらは最初にNo.3546-2とNo.3546-3で指摘されていたことですよね。

(無題) 削除/引用
No.3546-31 - 2014/11/17 (月) 04:21:57 - おお
>[Re:28] 液体さんは書きました :
> >インサートの種類によては増殖が悪い、不利な場合がある、
>
> それなら、なおさら、液体培地ではセレクションがかかるので、培養してはいけません。

ただそれは複数のクローンが存在すればの話ですよね。

(無題) 削除/引用
No.3546-30 - 2014/11/17 (月) 04:20:22 - おお
>[Re:29] おおさんは書きました :

> 大腸菌にとってあまりよくないプラスミドは低い温度で、抗生物質の濃度を下げて、大腸菌内のコピー数を減らすことで維持しやすくすることはあります。

温度はひくいといってもたいてい25~30度だとおもってます。

(無題) 削除/引用
No.3546-29 - 2014/11/17 (月) 03:31:57 - おお
プレーとでふやすという話はまえもあって、わたしもよりいい印象はあったんだけど、液体より死菌が多いのでやらないという人もいました。

むかしstrategeneのライブラリーのプロとコールで0.3%ぐらいのアガローズで半ゲル状で大腸菌を増やすというのがありました。この場合それを震とうして培養するので、液体とどの程度違うかというとあまり説明はできないんですけど。

大腸菌にとってあまりよくないプラスミドは低い温度で、抗生物質の濃度を下げて、大腸菌内のコピー数を減らすことで維持しやすくすることはあります。

ただし収量は減るかもしれませんので、プラスミド回収前の数時間前から通常条件で培養するのがいいような気がしてます。

(無題) 削除/引用
No.3546-28 - 2014/11/17 (月) 03:19:37 - 液体
>インサートの種類によては増殖が悪い、不利な場合がある、

それなら、なおさら、液体培地ではセレクションがかかるので、培養してはいけません。

>定評のあるプロトコール本でそのような方法が記載されている例がありますか?

知りません。特殊ですから当たり前かと思います。

2−ハイブリッドシステムでも、コロニーを選択するとき、液体培地で(あまり?)培養しないのと同じ原理かと思います。ちなみに、単一プラスミドでコロニーが生えてきて、プラスミドなしで、コロニーがゼロの場合。 むしろ、プレート上のほうが、より厳密にクローンを増やしている、という論理も成り立ちます。まあ、その後制限酵素でチェックして問題ないならば。

(無題) 削除/引用
No.3546-27 - 2014/11/17 (月) 03:16:56 - おお
あ、下に書いた方法ではRNAが通常の方法より多いです。

(無題) 削除/引用
No.3546-26 - 2014/11/17 (月) 02:54:11 - おお
30度で増やすのはいいですが、温度が低いと菌のなかで複製するプラスミドのコピー数がへります。

わたしはちょっとほかの人と違うやり方をすることがあります。200mlの培養だったら、20-30mlでO/N cultureします。これは30度でも37度でもいいでしょう。

そのごそれをぜんぶ200mlの培地に移して3-4時間培養して(この場合は特別なことがないかぎり37度)、プラスミドを精製します。培地を移すとき、特にアンプなら遠心して回収して200mlの培地に再けんだくすると、ampの分解がふせげますので、よりよいと思います。

(無題) 削除/引用
No.3546-25 - 2014/11/17 (月) 01:18:53 - yyy
まあ、「普通のtransformされたcompetent cell」だったらそれで良いと思いますが、この場合は違うという印象が強かったので。
18時間プレート上で培養して0.3mmのコロニーサイズということでしたから。

もっとも、コロニーサイズは撒かれた菌の密度にも影響されるでしょうから、絶対的な指標ではないでしょうけどね。

(無題) 削除/引用
No.3546-24 - 2014/11/17 (月) 01:10:45 - 774R
>仮に最初の1mlの菌量が多かったとしても、7時間というのは短くないですか?

1mlから100mlにと100倍のスケールアップですから、2^7=128で7回ダブリングタイムを迎えればいいので、通常の増殖期なら4時間もあれば十分の菌体量になります。30℃でもさほどダブリングタイムは変わらないと思います。20分だったのが30分になるくらいじゃないでしょうか?

(無題) 削除/引用
No.3546-23 - 2014/11/17 (月) 00:55:10 - yyy
>[Re:21] yokotaさんは書きました :
> そこでそのままminicultureの残りの1 mlを遠心し、フレッシュな培地に再度懸濁した後に、200 mlのLB培地で7 hrs, 30℃で培養しました。
>
> すると200 mlから50 ugのプラスミドしか調製できませんでした。
>
> ちなみに、2 mlのmini-cultureを10本調製し、そこから40 ugのプラスミドを調製できました。
>
> 2 mlから100 mlとlarge scaleで培養すると不安定なプラスミドは脱落しやすいのでしょうか。。
> mini prepはQiaquick spin columnで精製したものですが、これを細胞へのtransfectionに用いようと思っています。またこのような場合、どうやって沢山プラスミドを調製できるのでしょうか。
>
> 2 mlのmini-cultureを何本も用意して、それをまとめて調製すべきでしょうか?
>
>

仮に最初の1mlの菌量が多かったとしても、7時間というのは短くないですか?
37℃ならともかく、30℃ですよね? プレート上での増殖の様子からしても、普通に増やすだけでもかなり時間がかかりそうですが。それとも、その条件で既に定常期になっていたのでしょうか?
最初の菌に含まれていたプラスミドが20ugだとしたら7時間で2.5倍にはなってたわけですから、十分な時間培養すればもっと増えないでしょうか?

(無題) 削除/引用
No.3546-22 - 2014/11/17 (月) 00:39:48 - 774R
不安定なプラスミドの場合、2mlのオーバーナイトカルチャーを元にスケールアップするとそうなることがあります。
対処法としては、2mlを何本もやるか、コロニーから直接50mlにする。
それから、コロニーが出たらそのまま日を置かずに液体培養すること。
冷蔵庫等で数日置いてしまうとダメです。
培養温度は37℃より30℃くらいの方がいいです。
不安定なプラスミドに強い菌に変えるのも効果があります。

何らかの理由で、そのプラスミドを持つと菌の成長を阻害する場合、そして尚且つ組み替えが起きやすいといった条件が重なり、プラスミドの一部の脱落によって成長速度が回復して、脱落プラスミドを保持する菌が優先的に増えてそのような結果になると考えられます。

(無題) 削除/引用
No.3546-21 - 2014/11/17 (月) 00:22:57 - yokota
皆様

返信が送れました事お詫び申し上げます。
また、重ねてコメントをいただけましたことに感謝しております。

ライゲーション後のシークエンス確認が週末できなかったため、時間のロスを取り戻すべくバルクで増やしてしまいました。これまでそれで問題なかったのですが、「特別の理由が無い限りは取るべきでない方法」という認識がありませんでした。以後、きちんとステップを踏んで調製しようと想います。

今日一日働き、ようやくプラスミドをレスキューできました。

まず、シークエンスを読んで制限酵素で切り出しチェックを行ったmini-prepプラスミドを再度DH5alphaに形質転換し、その後18時間LBプレート上で培養し、10個コロニーを拾って2 mlのminicultureからminiprepを行いました。

結果、10個全てのコロニーで制限酵素によりインサートの切り出しが確認されました。

そこでそのままminicultureの残りの1 mlを遠心し、フレッシュな培地に再度懸濁した後に、200 mlのLB培地で7 hrs, 30℃で培養しました。

すると200 mlから50 ugのプラスミドしか調製できませんでした。

ちなみに、2 mlのmini-cultureを10本調製し、そこから40 ugのプラスミドを調製できました。

2 mlから100 mlとlarge scaleで培養すると不安定なプラスミドは脱落しやすいのでしょうか。。
mini prepはQiaquick spin columnで精製したものですが、これを細胞へのtransfectionに用いようと思っています。またこのような場合、どうやって沢山プラスミドを調製できるのでしょうか。

2 mlのmini-cultureを何本も用意して、それをまとめて調製すべきでしょうか?

(無題) 削除/引用
No.3546-20 - 2014/11/16 (日) 23:03:13 - 小言幸兵衛
トピックの主題からは逸れますが、一般論として、バルクの形質転換によってプラスミドを増やすことは、変異を持ったクローンが選択される(しかもそのことが必ずしも確認できるとはかぎらない)可能性があるなど、特別の理由が無い限りは取るべきでない方法であると考えられていると思います。定評のあるプロトコール本でそのような方法が記載されている例がありますか?

(無題) 削除/引用
No.3546-19 - 2014/11/16 (日) 21:05:19 - AP
>それではプラスミド特異的に菌体量がまったく変わってくる理由が説明しにくいですね。

インサートの種類によては増殖が悪い、不利な場合がある、でも長時間培養すればラクタマーゼのタイターは上がってくる、どこが説明しにくいのか?

(無題) 削除/引用
No.3546-18 - 2014/11/16 (日) 20:39:58 - AP
プラクティカルにはそういう方法もあるけれど、足場依存性という説明は想像に過ぎないし当たっていないと思います。
液体培養では全体で一様の競争が働くけれどソリッドな培養ではニッチの問題で、それが働かないからという説明のほうが妥当だと思います。
そういうシチュエーションはファージライブラリーを増殖させるときに見られます。液体培養では増殖しやすいクローンが優先的に殖えてしまい、増殖しにくいクローンが失われてしまいます。それを防ぐためクローン間で競争が起こりにくいプレート培養をします。

(無題) 削除/引用
No.3546-17 - 2014/11/16 (日) 19:56:02 - 液体
3546-16さんへ、それではプラスミド特異的に菌体量がまったく変わってくる理由が説明しにくいですね。いろいろ可能性は後付はできるのですが。

菌体量は直接プラスミドの収量に影響します。また、私は収量が悪いとき、わざとオーバーグロースさせています(24h以上とか)。
ちなみに、1度シングルコロニーからとって、配列を確認した後は、菌を保存しないで、新たに、形質転換します。私は、そのコロニーをバルクで(たとえばプレート上でーーー実際はそのトラブルはほとんど起きないので液体培地)増やして取るのが好きです。その後、制限酵素でパターンを確認。

(無題) 削除/引用
No.3546-16 - 2014/11/16 (日) 19:33:38 - 小言幸兵衛
それは足場依存性ではなくて、液培では分泌されたβ-ラクタマーゼにより培地中のアンピシリンが全て一様に分解されるのに対し、プレート上ではコロニー付近のアンピシリンが分解されても、周囲から常にアンピシリンの供給があるからではないでしょうか。

35件 ( 1 〜 20 )  前 |  1/ 1. 2. /2


パスワードを入力してチェックした記事を チェックした記事を

このトピックにメッセージを投稿する
名前 
メール   アドレス非公開
   タイトル 
本文      
設定  クッキーを保存(次回の入力の手間を省けます)
上に上げない(トピックの一覧で一番上に移動させません)
解決(問題が解決した際にチェックしてください)
暗証  半角英数字8-12文字の暗証番号を入れると、あとで削除、修正ができます。
送信 

〔使い方〕
  • 「アドレス非公開」をチェックすれば、自分のメールアドレスを公開しないで他の方からメールを受け取れます。
  • 問題が解決した際には、解決ボタンをチェックして解決した旨のコメントをつけてください。これは、初めにトピックを作った人と管理人のみが可能です。
  • 半角カタカナ、機種依存文字(全角ローマ数字、○の中の数字等)は文字化けの原因となりますので使わないでください。