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ありがとうございました 削除/引用 No.1342-12 - 2013/01/21 (月) 12:26:16 - しまなみ Ｒさん、確かにループしかけていますね。 ゆっくりしっかり貴重な解答を読むべきでした。 凍結しない、というイメージ自体ができておらず、読み飛ばしていました。 これをもちまして、解決済みとします。 結局、今回は、手持ちのＰＢＳで5倍希釈し、凍結し、 使用時には、一回解凍したものを一か月間（約4回）4度の冷蔵庫保存して使いまわしていくことにします。 防腐剤を入れると良さそうですね。 100ミリリットルで1000倍希釈すると、蒸発が心配だと、一か月くらいなら腐らないだろう、と、今直接指導してもらっている上司の最終意見でした。 経験（と常識）がないため色々揺れました。解凍以外にも、蒸発・腐敗（分解）など、それぞれ気にしている点があるのだな、と気づきました。 次回は、グリセロールも準備しておいて、トライしてみます。 皆様、ありがとうございました。

(無題) 削除/引用 No.1342-11 - 2013/01/17 (木) 18:32:55 - R >溶媒はＰＢＳＴを使っていますが、グリセロールの混入は問題にならないのかな？ 最初の回答に戻る。 >抗体によりますが、50%グリセロールPBSで希釈すると、-20度で凍結せずに保存できますので長期保存が可能であるばあいがあります。 ずっと質問と回答がループしているような、、、

なるほど、凍結していないんですね。 削除/引用 No.1342-10 - 2013/01/17 (木) 16:38:21 - しまなみ おおさん、ありがとうございます。そういえば、不凍液、ですものね。 制限酵素とかＥＤＴＡとか、大学時代の実習で一回触ったきりです…。 そもそもピペッティングがそのころの体験で終わっており、昨日はなんと 5マイクロを分注しようとして、溶媒の20マイクロのメモリのままにして 分注し、終わってから気が付いたのでした…。ウン万する抗体を用いた勉強としては痛すぎる体験でした。 溶媒はＰＢＳＴを使っていますが、グリセロールの混入は問題にならないのかな？ 別の上司に相談したら、100μを一気に１００ｍｌのＰＢＳ（大きな蓋つきプラ遠沈管に入れて）に溶かして、それを１ｍｌずつ分注しては、との解答もいただきました。これだと、ほぼ目的濃度の10倍で、使用時は目的の一回量に近いため余りを再凍結することもなく、無駄も少ないけれど、 100本…。混和できてるのかどうか、自信もないな…。 来週月曜日まで、解決にチェックを入れずに、ご意見をお待ちしております。

(無題) 削除/引用 No.1342-9 - 2013/01/17 (木) 14:23:29 - おお >[Re:8] しまなみさんは書きました : > 心配なのは、凍結・解凍をくりかえしちゃっていいのかなあ？ということでもあります。 凍結防止剤と仰っているように、50%のグリセロールでは-20度ぐらいでは凍りません。制限酵素なんかも-20度とかに保存すると思いますけど、凍りませんよね。あれもグリセロールが入っているからです。

まっくろんさん、ＫＯＤＡＭＡＴＡＲＯさん、おおさん 削除/引用 No.1342-8 - 2013/01/17 (木) 10:49:44 - しまなみ ありがとうございます。 グリセロールですか。タンパク吸着は大丈夫なプラ容器のようです。 参考になりました。車の窓ガラス凍結解除用に薬局でグリセロール買ってるんです（冗談）ちゃんと、分子生物学用のってあるのですね。 カルビオケムの抗体原液は、おおさんのおっしゃる通り、混ぜ物のない血清です。 心配なのは、凍結・解凍をくりかえしちゃっていいのかなあ？ということでもあります。 先述の分注法、もしくは吸着を防ぐために等倍で分注すると、解凍した分のうち、かなりの量が余ります。（25マイクロのうち5マイクロしか使わないとか） しかし、フローティングでやる回数は、これから20回、30回と必要なのです。コレ再凍結していいのかな。もちろんカルビオケムはいかんと書いてます。 なんかその辺にもヒントをいただけると、さらに助かります。

(無題) 削除/引用 No.1342-7 - 2013/01/17 (木) 01:11:08 - おお 抗体吸着をきにするなら、BSAを加えておけばいいかとおもいますが、ここで示された抗体、血清のようなのでそんなに心配はないかなぁと。

(無題) 削除/引用 No.1342-6 - 2013/01/16 (水) 17:49:16 - kodamataro 基本的にグリセロール（ナカライ試薬特級）を等量加えて、滅菌チューブに分注し、-30℃に入れています。 サンタクルズ社は４度厳守と書いてありますが、上記の方法で問題になったことはありません。 最近はタンパク吸着を起こさないように工夫されたマイクロチューブがあるようなので、抗体の為にはそういうものを使ってもいいかもしれません、

(無題) 削除/引用 No.1342-5 - 2013/01/16 (水) 16:45:16 - まっくろん 　あとチューブへの吸着が問題にならないように，濃度があまり薄くならないようにして保存するか，BSAなんかを混ぜて保存したりしています。おまじないかもしれませんが。

(無題) 削除/引用 No.1342-4 - 2013/01/16 (水) 16:41:12 - まっくろん 　うちでも抗体はグリセロールを混ぜて（50%）で保存しています。ウエスタン，ELISAしかやりませんが，問題に感じたことはありません。質問者さんの抗体も一部を使って試せれば良いですけどね。グリセロールは一応, 分子生物学用を使っています。

ありがとうございます 削除/引用 No.1342-3 - 2013/01/16 (水) 16:38:48 - しまなみ 速いレスポンスありがとうございます。 そのような方法もあるのですね。 研究室全体があまり免疫染色に詳しくないので、とても参考になりました。 とりあえず、今は、１００マイクロリットル中の４０マイクロリットル分を５倍で分注してみるという中途半端な対策でいってみます。（残りは原液保存） 実は、手つかずのもう１アンプルもあるので、 他にも、抗体の分注について、何かアドバイス・コメントがいただけましたら、 多角的に（研究室内外の意見も含め）検討して勉強いたしますので、ありがたいです。

(無題) 削除/引用 No.1342-2 - 2013/01/16 (水) 16:04:33 - おお 抗体によりますが、50%グリセロールPBSで希釈すると、-20度で凍結せずに保存できますので長期保存が可能であるばあいがあります。 あなたの方法がいいかどうかは、正しい間違っているという判断はできません。まあ4度ならアザイドを入れておけばより安心かもしれませんけど。

分注について（激しく基本的な質問です） 削除/引用 No.1342-1 - 2013/01/16 (水) 15:27:15 - しまなみ 免疫染色をし始めたばかりの初心者です。 フローティング法で脳を染めております。 カルビオケムの抗体、Ｃ−ｆｏｓ（Ａｂ−５）が入手でき、分注をしようとしていますが、元がマイナス20度保存のものです。 これまで使っていたＡＢＣＡＭ社のは４度保存であり、５倍（５マイクロリットルを２０ｍｌＰＢＳＴに）で分注ー８０度保存していましたが、これも、保存目的の分注濃度は、以下の場合も、五倍でよい（仕方ない）でしょうか。 ○一般的な使用濃度は10000倍、対して、一回に使用する量は６０００から８０００μＬ（フローティングなので）つまり、原液に換算すると１マイクロリットル程度となります。 　Ａｂｃａｍのでは、一般的使用濃度が１０００倍だったので、無駄が少なかったのですが・・・。 ○凍結融解は繰り返すべきではないと思われます ○まだ、抗体入手したばかりなので、次回および次々回に濃度を振ります。 陽性コントロール、陰性コントロールも次回行います。今行っているのは、プレ染色で、とりあえず一発１００００倍での染色を考えています。 本来研究室の指導者に相談するべきなのですが、多忙で、口頭で相談したものの、凍結融解は繰り返すべきではないね、とのコメントにとどまりました。

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