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(無題) 削除/引用 No.12809-6 - 2025/01/30 (木) 19:06:09 - su う　さん ご回答誠にありがとうございます。 安定した凍結ができるかはおっしゃる通り懸念されると思いました。 いろいろ試してみて最終決定したいと思いますが、検体がもらえそうだったら、どっちも検討してみたいと思います。

(無題) 削除/引用 No.12809-5 - 2025/01/30 (木) 19:03:21 - su ASDFGHJさん ご助言いただきありがとうございます。 とても参考になります。 死細胞はみられると思いますので、フローサイトで解析する際は死細胞染色を行い区別する予定です。凍結保存液は、ラボバンカーを使用することを想定しておりましたが、細胞生存率などを鑑みつつ場合によってはPBMC用の保存液の使用も検討したいと考えております。 採血後すぐの方が望ましいこと理解いたしました。細胞の状態的にも私も同感です。なるべくそのように処理したいと思いますが、念のため凍結保存もしておきたいと思います。

(無題) 削除/引用 No.12809-4 - 2025/01/29 (水) 14:04:20 - ASDFGHJ そのまま凍結したら細胞が壊れて死んでしまいませんか。死んだ細胞の残骸を見ていることになるのでは。 専用の凍結用細胞保護液とかを使用されるのでしょうか。

(無題) 削除/引用 No.12809-3 - 2025/01/29 (水) 13:39:48 - う 都度染めて多少ブレがあっても、ゲーティングを再確認しながらブレの原因を探って対応が可能ですが、凍結融解は検体ごとに融解後のバイアビリティが違って、採血時の状態を知ることができなることが結構あります。安定した凍結ができればいいのですけど、面倒ですが都度染色解析してます。 n数がたくさんもらえるなら凍結も一度試してみたらどうでしょうか。

(無題) 削除/引用 No.12809-2 - 2025/01/29 (水) 09:59:32 - ASDFGHJ 原則は採血後速やかに行うものと思います。仮にやむをえずすぐにできない場合でも、生細胞の状態だと保存は最長でも24~48時間以内が限度のようです。臨床検査系のジャーナルにそうした検討の報告があると思うので調べてみてください。長く保存している間に血球細胞自体がだんだん死んでくるし、保存中にタンパク質の発現や分解、細胞内局在などで細胞の状態に無視できないような変化が進むと思いますので、保存するにせよできる限り保存時間を揃えないと正確な比較は困難です。 赤血球を溶血させたあと白血球やリンパ球などの血球成分を固定すれば(固定剤を加えた時点で一応、理論的には細胞内の生化学的な変化は不可逆的に停止するので）一定期間は保存できるようです。そうした目的の保存用試薬(Cal-LyseおよびTransFix® Cellular Antigen Stabilizing Reagent )も市販されているようですので検討ください。

ヒト血液検体のフローサイトによる解析 削除/引用 No.12809-1 - 2025/01/28 (火) 07:57:48 - su ヒト血液検体を用いてNK細胞やT細胞、MDSCなどの免疫病態解析を行いたいと考えています。 もらえる血液量に限りがあるため、なるべく少ない量で解析できるよう、検体がもらえるその都度（当日）に染色測定したいと考えています。一方で、そのようにすると、染色測定がそれぞれの検体で別日になってしまうため、手技などによる実験誤差によって、群間での差が出にくくなることを懸念しています（多少は致し方ないですが）。 ただ、実験誤差を減らすため、凍結保管し、一定n数そろったところで両群一括して染色測定するとなると、細胞のロスがかなり大きく解析できる細胞集団が大きく減ってしまいます。また、FSC/SSCも変になり当日解析した時よりもきれいなデータが得られにくい印象があります。 そこで、ヒト血液検体の測定経験がある方がいらっしゃいましたら、どちらの測定方法の方がいいなど、ご助言いただけると幸いです。 ＜要約＞ ・凍結融解後、一括で測定 →染色から測定までの実験誤差は少ないと思われる。一方で、凍結融解により細胞のロスがかなり大きい。測定結果もきれいではない。 ・採血後その日のうちに測定 →検体がもらえるたびに染色、測定することになるので、実験誤差が大きくなる。一方で、少ない血液量でも解析ができるのでより多種類の細胞を解析できる。 →血液量を節約するために後者にしたいが一般的に問題ない手法か？ どちらの手法がいいか？

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