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(無題) 削除/引用 No.11360-3 - 2023/04/12 (水) 10:12:17 - G25 Nativeではやりません。Urea-denaturedでやるのがスタンダードでしょう。 一本鎖オリゴDNAは二次構造をとるのでnativeでは鎖長に応じてきれいに分離しません。Urea-denaturedでやれば1 ntの分解能で分離できます。なんてったってシークエンス解析はUrea-denatured PAGEで 1 nt違いのssDNA鎖を分離してるんですから。 「page oligonucleotide purification」で検索したらネット上にもプロトコールがいろいろ見つかりましたよ（主としてオリゴDNAの精製のためにやられることが多いので検索語に"purifiation"を加えた）。 むかし精製のために通常グレードの合成オリゴDNAを泳動してみたときの経験では、一番高分子側に完全長のバンドが濃く見えるほかに、それより小さいサイズのバンドが一、二本見えたものです（完全長に近いほうは結構濃く）。 なお、EtBrなどで染色して見るんじゃなくて、260 mm付近（核酸のAmax) UVをあてたときに、光吸収のため核酸があるところが黒く見えるという方法で観察します。今なら良いssDNA染色剤があるかもしれないですけど。

(無題) 削除/引用 No.11360-2 - 2023/04/12 (水) 01:28:18 - おお ＞30 bp程度の一本鎖DNA 細かいことだが一本鎖だったら30 b、でペアーになってないですよね、、、それとも二本鎖のつもりなのだろうか。 まずNativeといいますけどそれだと微妙な構造的な違い、揺らぎなどで一本のバンドにならなかったり、シャープにならなかったりもするかもしれません。場合によっては構造的な要因で大きく移動度が変化する場合もあります（分離という面ではラッキーなのかもしれませんがどう移動するか予測つきませんし）。 ６から８Mの尿素存在下で泳動することをおすすめします（実験に差し支えなければ）。 いちおううまくやれば１ベースの差がPAGEでは見れます（ですからDNAの配列が読める）。ただベストの泳動距離（Dyeがどの時点、あるいは流れきってから止めるとか）、ベストのPAGEの濃度を探るひつようがあるかもしれません。 https://www.researchgate.net/figure/Separation-of-the-products-of-3pen-aRNA-cleavage-using-streptavidin-agarose-beads_fig4_49660832 https://www.nature.com/articles/srep19437/figures/1

Native-PAGEの分離能 削除/引用 No.11360-1 - 2023/04/12 (水) 00:27:39 - DC Native-PageによりDNA primerの泳動を行なおうと考えています。 30 bp程度の一本鎖DNAを流した場合、2、3塩基程度の違いでバンドは分離してみえるでしょうか。

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