Bio Technical フォーラム

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No.10532-30 - 2022/06/15 (水) 09:39:17 - G25
UV照射で形質転換効率が落ちるのはもっぱらピリミジンダイマーのせいです。
宿主菌はほとんどRecAーなのでピリミジンダイマーがあると複製が止まります。
ベクターまたはインサートの脱リン酸してligationするのもIn-fusionなどの手法が可能なのも、nickは形質転換に大きく影響しないから(宿主にはいれば修復される)。

(無題) 削除/引用
No.10532-29 - 2022/06/15 (水) 08:19:31 - み
>[Re:25] フィルターさんは書きました :
> まともな312nmのイルミネーターならコロニーが出なくなるほどのダメージなんかありえないですよ。
> ?使ってるイルミネーターがポンコツ過ぎるということだな。

1st replyで指摘したけどUVのあて過ぎが原因だよ。
昔ラボ移動して全くコロニー出なくなった時に原因探ったところ、前のラボでは低波長と高波長の2設定選べて切り出しを高波長でやってたかコロニー出ていて、移動先では低波長しかなかったから5秒照射でもコロニー無しに陥った。
解決方法としてアクリル板1枚かまして切り出したら全てOKだった。

経験ってのは大事だ。

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No.10532-28 - 2022/06/15 (水) 07:54:20 - かーや
通常のUV照射でダメージを経験したことがないとおっしゃっている方がありますが、非照射と比較されたことありますか?私は手早くやりすればEtBr-UV照射で何の不自由もないと思っていましたが、ラボの方針変更でミドリグリーン-青色LEDに切り替わった後、ルーチンのコンストラクションでそれまでの何倍もの数のコロニーが出てビックリした経験があります。

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No.10532-27 - 2022/06/15 (水) 07:07:19 - おお
>まともな312nmのイルミネーターならコロニーが出なくなるほどのダメージなんかありえないですよ

チミジンダイマーなどはできるそうで、DNAは切れませんがかなりTFに影響があるそうです。切れなくても芳香環が酸化したりするのもDNAの大腸菌内での安定性に影響を与えますよね。

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No.10532-26 - 2022/06/15 (水) 06:32:05 - フィルター
追記
環状も保たれるけど、この場合、切り出しなので線状化DNAだったな。いずれにしてもニックが入っても泳動で分かるような断片化は起きないよな。

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No.10532-25 - 2022/06/15 (水) 06:24:55 - フィルター
まともな312nmのイルミネーターならコロニーが出なくなるほどのダメージなんかありえないですよ。
?使ってるイルミネーターがポンコツ過ぎるということだな。
今後の実験のためにも買い直したほうがいい。

それと、UVによるDNAへのダメージってチミンダイマーだけじゃないよw
ニックが入るでしょ?
ニックが入っても環状は保たれるから気づけなかったのかもしらんけどw

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No.10532-24 - 2022/06/14 (火) 22:56:12 - G25
波長は312 nmだという情報は既出。
ピーク波長だけでは論じられるものじゃなく、装置によって出力も違えば裾野の高さも違う。単純に超波長だったらセーフということにはならない。
ズタズタになるっていうけど(比喩的に言ってるだけかも知らんが)切断は問題になるほど生じない。実際に問題になるのはピリミジンダイマー形成。
UV照射、切り出しをした断片を泳動してみても断片化は観察されないけどやっぱりUV照射量に応じて形質転換効率は下がる。

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No.10532-22 - 2022/06/14 (火) 21:55:26 - NN
波長もそうですが、イルミネーターによって強度も異なるので、UV照射で大丈夫だった、大丈夫でなかったというのは経験談であって、すべての環境に当てはまるものではありません。

間違いないのは365 nmだろうが、当て過ぎるとコロニー数は確実に減ることです。

目で見て精製の必要がないレベルなら精製なし、どうしても必要なら青色LED(エチブロでも見えます)を使うことをおすすめします。

(無題) 削除/引用
No.10532-21 - 2022/06/14 (火) 17:54:02 - 774R
通常のUV照射でそこまでダメージを受けることは経験がないのですが、お使いのUVトランスイルミネーターの波長はいくつでしょうか?
よく使われる波長としては、254nm, 302nm, 312nm, 365nmがあります。

もしかして254nmだったりします?この波長だとDNAがズタズタになって全く上手くいかないですよ。

ダメージの少ない365nmがお勧めですが、300nm付近の波長でも写真撮影と切り出しの時間ではそれほど問題ないです。

なお、写真撮影は短波長の方がバックが低くS/N比の良い写真が撮れます。

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No.10532-20 - 2022/06/13 (月) 16:17:50 - cloning
お世話になっております。
皆様、たくさんのご指摘やアドバイスをくださり、本当にありがとうございます。
コロニーPCRまで行い、インサートが挿入されていることが確認できましたので、報告いたします。

皆様のアドバイスをもとに、次のような条件を振りました。
・UV照射: いつも通り or 一切当てない
・infusion反応条件: 50℃, 15 min or 45℃, 30 min
・形質転換液量: 3 μL or 10 μL

今回の実施にあたり、作成したいinsertが2種類(以下A, Bとします)ありましたので、両方で上記条件での検討を行いました。

UV照射群と非照射群について、照射群ではすべての条件で一切コロニーが観察されませんでしたが、非照射群ではいずれの条件でもコロニー形成が認められました。
(一番少ないもので100個ぐらい)

indusion反応条件について、インサートA(1000 bpsぐらい)では条件による差は認められませんでしたが、インサートB(2000 bpsぐらい)では45℃, 30 minのほうが1.5倍ほど多くのコロニーが観察されました。

形質転換液量について、3, 10μLで差は認められませんでした。


以上の結果から、私の条件ではUV照射が非常に強く影響していたようで、インサートによっては45℃, 30 minのほうが効率が良いこともある、ということがわかりました。
今回使用していた菌株が組み換え酵素欠損株であり、またこれまで使用していたプラスミドよりも鎖長が長かったこともあり、UVによるDNA損傷の影響が強く反映されていたものと考えております。
参考にしたトピックがありましたので、以下に示します。
ttp://www.kenkyuu2.net/cgi-biotech3/biotechforum.cgi?mode=view;Code=3893


また、皆様から頂いたご指摘の中で、ゲル抽出を避けることや培養温度を下げること、inversePCRによる開環などは実施しておりませんでしたので、今後のクローニングで詰まることがありましたら、是非試してみようと思います。
改めてご指導してくださった皆様に御礼申し上げます。
ありがとうございました。

infusionでは高効率のコンピタント 削除/引用
No.10532-19 - 2022/06/11 (土) 14:43:21 - oyaji
infusionでは高効率のコンピタントが重要です。

(無題) 削除/引用
No.10532-18 - 2022/06/11 (土) 09:04:22 - dai
私もUV照射があやしいと思います。

一度アガロース精製なしでやってみるといいでしょう。
青色イルミネーターがあればベストですが。

(無題) 削除/引用
No.10532-17 - 2022/06/10 (金) 23:21:46 - cloning
infuuusion 様

PCR精製キットについて、早速お示ししていただき大変ありがとうございます。
残念ながら、ラボはdry系のラボでしたので、キットはありませんでした...
先生に相談して購入していただけるよう、掛け合ってみます。

Infusionの条件についても教えていただき本当にありがとうございます。
コロニー100個以上はすごいですね…
大変参考になりました。
重ね重ね感謝申し上げます。
結果が出ましたら、またご報告させていただきますので、どうぞよろしくお願いいたします。

(無題) 削除/引用
No.10532-16 - 2022/06/10 (金) 17:53:58 - infuuusion
cloning 様

PCR精製キットですが今までInfusionで特に問題になったことは有りませんので、ラボ所有のものがあればそちらを試されると良いかもしれません。
使用経験があるものですと
High Pure (ttps://www.sigmaaldrich.com/JP/ja/product/roche/hppcrpkro)
LaboPass PCR (ttps://hssnet.co.jp/product/labopass/)
QIAquick PCR Purification Kit (ttps://www.qiagen.com/ja-us/products/discovery-and-translational-research/dna-rna-purification/dna-purification/dna-clean-up/qiaquick-pcr-purification-kit/)
あたりでしょうか。

参考までにInfusionの条件を書きますと
Vector 50ng
Insert >100ng(AA様のように過剰にしています)
total volume 5ulで50℃ 15分

形質転換は
Competent Quick DH5a(既製品です) 10ul + Infusion反応液 1ulでコンピのプロトコル通りにやって全量Amp加LB培地まくと翌日百個以上はコロニーが出ます。
もちろんベクター、コンピ、セレクションなどによって変わると思いますがご参考になりましたら幸いです。

(無題) 削除/引用
No.10532-15 - 2022/06/10 (金) 17:02:34 - cloning
infuuusion 様

ゲル抽出キットに関するご指摘、大変ありがとうございます。
気づいていませんでしたが、たしかに下記URLの13ページ目にその記述がありました...
ttps://www.takarabio.com/assets/a/112472
完全に見落としていました。

また、インサートが複数の時の進め方についても、ご教授いただきありがとうございます。
極力ゲル抽出を避ける方針なのですね。
差し支えなければ教えていただきたいのですが、Infusionと相性の良い?PCR精製キットはありますでしょうか?
もしくは、使用実績のあるキットをお示しいただけましたら大変幸甚です。

どうぞよろしくお願いいたします。

(無題) 削除/引用
No.10532-14 - 2022/06/10 (金) 17:01:27 - cloning
AA 様

ご指摘ありがとうございます。
インサートをシークエンスで確認する発想はありませんでした…!
自前でシークエンスができないので教授に相談してみたいと思います。

50μL溶出に関しまして、こちらはゲル抽出キットに従ったプロトコルでした。
カラムにMQを染み込ませた後で遠心分離することで溶出していますが、~10μL程度でもきちんと溶出されるか試してみます。
ありがとうございます。

制限酵素よりもinversePCRの方が良い可能性があるのですね。
LTR配列を持つプラスミドのため、全く根拠はありませんがなんとなくPCRでエラーが入る可能性が高いのかな?と思っていました。
こちらも検討してみたいと思います。

infusion済みのDNA液量を増やすことについても、検討していませんでした。
10μLまで増やしてトライしてみます。

確認用レーンに同量入っている必要はないとのご指摘、ありがとうございます。
ご指摘のとおりですね、ちゃんと意味を考えればわかるはずのことでした...
重ね重ね感謝申し上げます。

(無題) 削除/引用
No.10532-13 - 2022/06/10 (金) 15:56:40 - infuuusion
ゲル抽出のキットに相性がある様で一部のゲル抽出のキットでInfusionの効率が著しく落ちた経験があります。
(確かプロトコルにもゲル抽出の場合は効率悪いので持ち込みDNA量を増やすとよいとあったような…)

ですので、うちのラボでは基本的にPCR精製キットでフラグメントのpurificationをしてInfusionしています。
ベクター側は切れ残りがなければPCR精製で問題ないですし、インサートが複数バンドのときはコロニーPCRして目的サイズのコロニーを選ぶ様にしてます。
参考になれば幸いです。

(無題) 削除/引用
No.10532-12 - 2022/06/10 (金) 14:45:24 - AA
インサート側については確認のために精製後のものをPCRプライマーでシークエンスを読んで見るのもいいかもしれません。
また50ul溶出はなんとなく多すぎる気がします。私が普段やるときは50ulのPCR反応系の産物全量をゲル切り出し後は6-10ulへ溶出します。ベクターとのモル比は本当は気を使うべきなのでしょうが、基本的にインサート大過剰になるようにしていて、インサート:ベクター:infusion液=7ul:1ul:2ulで反応させています。

ベクター側については、これは個人的な経験則でなんの理屈もありませんが、制限酵素で切って直鎖化するよりもinverse PCRで行ったほうがうまくいくことが多いです。また、in fusionだとコロニーのはえる絶対数が少ないので可能な限り最大量のDNA液をコンピへ加えるようにしています。1-3ulということなので10ulまで上げてもよいかもしれません。


>>位置確認用レーンと切り出し用レーンとを分けて必要サンプル量が二倍
確認用レーンに切り出しレーンと同量入っている必要はないので目で見えるギリギリで大丈夫ですよ

(無題) 削除/引用
No.10532-11 - 2022/06/10 (金) 13:59:22 - cloning
mont 様

いくつもご指摘してくださり、本当にありがとうございます。

大腸菌の培養温度については試したことがありませんでした。
培養器は近所のラボのものをお借りしている状況なので、温度を変えて良い日がないか相談してみます。

PCRについて、グラジエントPCRで検討していましたが、今の酵素とプライマーでは温度だけではシングルバンドとなる条件が見つかりませんでした。
目的のバンドであるかの確証は得られていなかったので、Mg濃度やプライマー濃度、酵素を変えるなどしてPCR条件を突き詰めてみます。

(無題) 削除/引用
No.10532-10 - 2022/06/10 (金) 13:43:52 - mont
たまーに37度で培養すると増えなくて、30度だと増えるコンストラクトもあります。理由はわかりません。低い温度で培養すると大腸菌あたりのコピー数が抑えられて毒性が低くなるから、とかなんとか。


PCRで2本バンドが見えるのも気になります。ちゃんと目的のバンドなのでしょうか。PCRの条件やtaqを変えてみては?

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