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(無題) 削除/引用 No.4566-2 - 2007/07/19 (木) 12:02:47 - 組織 新しい固定液を使うのも、切り出し中に固定液につけるのも、目的は迅速に固定することだと思います。 ホルマリンやPFAを灌流固定するのも、アルデヒド系固定液の浸透性が悪いためです。 発現量の少ない蛋白であれ、組織不動化しにくい蛋白であれ、なるべく早く固定液を浸透させれば、検出しやすくなります。これはどんな抗原でも共通です。 ただ、組織染色で重要なのは固定液の種類と包埋方法だと思います。 私は検出が難しい抗原の場合、固定液をいくつか試し、凍結切片で染めてみます。 アルデヒド系と有機系の固定液では染色態度が違うことがよくありますし、パラフィンは凍結と比べて抗原の保持が悪いためです。 発現量の少ない蛋白だと抗体が働いているかわからないので、検討が大変だと思いますが、頑張ってください。

PFA による組織の固定 削除/引用 No.4566-1 - 2007/07/19 (木) 01:29:22 - 免染 免染によりタンパクの発現を見ています。PFA はアンプル入りの16％のものを使用直前に4％に薄めて使っています。アンプルは開後は冷蔵保存し、1ヶ月以内に使い切るようにしています。 発現量が微妙で検出が難しいタンパクの場合、開栓直後の本当に新しい PFA を使うと条件が改善されるという話を聞いたのですが、これはどの程度助けになるのでしょうか？ また、同様に分泌型であったり分解が早くて検出が難しいタンパクは、組織を PBS ではなく4％PFAの中で解剖した方が良いとも聞きました。これもどの程度実績のある方法なのでしょうか？

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